Oligo如何溶解？
我们的合成报告单给出了每OD引物稀释为100μmoL/L（即100pmol/ul）浓度的加水量，您可以根椐您的实验需要加入适量的无核酸酶的双蒸水（PH>6.0）或TE缓冲液（PH 7.5-8.0），开启瓶盖溶解之前最好在3000-4000转/分钟的转速下离心1分钟，防止开盖时引物散失。
Oligo如何保存？
没有溶解的引物非常稳定，可以在-20℃下保存至少1年，溶解好的引物可以事先稀释为100μmoL/L的储存液，分装数管保存于-20℃冰箱，可以保存至少半年以上（反复多次冻融会降低使用寿命）。使用前，将浓溶液稀释成工作液后进行实验。
Oligo如何定量？
用紫外分光光度计在260nm波长测定溶液的吸光度来定量，测定时溶液的吸光度最好稀释到0.2-0.8之间(吸光度太高或太低会有较大的误差)。DNA干粉用一定体积的水充分振荡溶解以后，取部分溶液稀释到1ml并在1ml标准比色皿中测定其吸光度，即为所测体积的OD值，进而可以计算出母液的OD值。
如何计算Oligo的摩尔数？
1个OD值的Oligo的重量约为33 μg，而每个碱基的平均分子量一般按330道尔顿进行计算。因此， 合成oligo的nmol数一般按以下公式粗略地计算： nmole数=(OD值x33μg)/(碱基数x330)x1000=OD值/碱基数x100
如果需要计算合成DNA的精确浓度，请按以下公式进行计算： nmole数=(OD值x1000)/[ (15.3xA#)+(7.4xC#)+(11.8xG#)+(9.3xT#) ]
安序源可以为您合成多长的序列？
150碱基以下。
如何检测引物的纯度？
实验室方便的作法是用PAGE方法。使用加有7M尿素的一定浓度的聚丙烯酰胺凝胶进行电泳,<12个碱基的引物用20%的胶，12-60个碱基的引物用16%的胶，>60个碱基的引物用12%的胶，取0.2OD左右的引物，用尿素饱和液溶解或引物溶液中加入尿素干粉直到饱和，上样前加热变性(95oC,2mins)。加入尿素的目的一是变性，二是增加样品比重，容易加样。600V电压进行电泳，一定时间后(约2-3小时)，剥胶，用荧光TLC板在紫外灯下检测带型，在主带之下没有杂带，说明纯度是好的(有时由于变性不充分，主带之上可能会有条带，乃是引物二级结构条带)。
一般的合成的引物末端有磷酸基团吗?
没有，5和3末端均为-OH基。如需要加磷酸基团，可以在订单中提出需求。
测定了引物的OD值后发现A260/A280<1.8，引物纯度合格吗?
由于核酸在260nm附近有强吸收，而蛋白质在280nm附近有强吸收，从生物体内提取核酸时，常用A260/A280比值来评价核酸纯度(比值在1.8～2.0之间)，这一判断是基于序列中A、G、C、T所占比例大致相同时的结果。而合成的DNA/RNA则不同，序列很短 (通常在20～30个碱基之间)，其中A、G、C、T各种碱基所占比例很不相同，由于各种碱基的摩尔消光系数不同，因此不同碱基构成的引物的A260/A280比值也不同，例如当序列中C、T碱基的含量高时，该比值会大大低于1.8。所以不能用A260/A280的比值来判断引物的纯度。
使用3%的Agarose凝胶电泳分析合成的引物，发现有很多条泳带?
对引物进行电泳一定要使用变性PAGE电泳。由于引物是单链DNA，容易形成复杂的立体结构，因此进行Agarose电泳时，容易出现多条泳带，更无法用Agarose电泳进行定量了。
合成的引物进行PCR反应时无目的带，如何解释？
PCR反应失败的原因很多，可以从以下几个方面考虑。
- 引物和模板是否配对，同源性有多大；
- 引物本身是否有立体结构；
- PCR反应用试剂是否能正常工作；
- PCR仪是否工作正常；
- PCR反应条件是否合适；
- 如果一切正常，还无法解决问题时，我们可以免费重新合成引物。
能否根据引物电泳后EB染色后条带的亮度对合成的引物进行定量?
不能。因为EB是通过嵌入到核酸的双螺旋间而使其着色的。合成的DNA分子为单链，只有通过自身回折形成局部发夹环结构或链间形成部分双螺旋结构，才能被EB染色。由于不同引物的序列不同，形成双螺旋的能力不同，因此染色能力不尽相同，也就不能根据EB染色带的亮度来对合成的DNA进行定量。
PCR产物经克隆后测序发现，引物处的碱基有错误，怎么办?
- 因为引物纯度不可能是100%，因此，挑选克隆时，有可能挑选了杂质引物扩增出的PCR产物的克隆。此时，请重新挑选一个克隆测序，会得到正确的结果。
- 如果挑选2 ~ 3个克隆测序情况还没改观，我们会免费重新合成引物并以最快的速度送到您的手里。
- 如进行索赔时，按国际行业惯例，索赔范围限于制品价格范围之内。